Détection du SARM

Méthodes de détection et d’identification du Staphylocoque doré résistant à la méthicilline (SARM)

Points clés

  • Gram + ve coccus
  • Grappes de cellules ressemblant à des raisins
  • Résistant à la méthicilline et à d’autres pénicillines
  • Peut également être appelé ORSA

SARM Le staphylocoque doré résistant à la méthicilline (SARM) a été signalé pour la première fois au début des années 1960 et est maintenant considéré comme un agent pathogène majeur acquis à l’hôpital dans le monde entier. Le terme résistant à la méthicilline est historiquement utilisé pour décrire la résistance à n’importe lequel de cette classe d’antimicrobiens. Aujourd’hui aux États-Unis env. 35% des souches hospitalières de S. aureus sont résistantes à la méthicilline (ou à d’autres antibiotiques à base de pénicilline) et, ces dernières années, l’émergence de S. aureus résistant à la vancomycine (VRSA) a suscité des inquiétudes supplémentaires.

La résistance se produit lorsque l’organisme possède un gène mecA produisant une protéine de liaison à la pénicilline altérée, PBP2a (également connue sous le nom de PBP2′) et soit une CMI d’oxacilline de 2 mg / l, soit une CMI de méthicilline de 4 mg /l.

Les patients infectés et colonisés sont le réservoir du SARM à la fois dans les hôpitaux et dans la communauté, la transmission se faisant généralement par contact avec les agents de santé.

Un diagnostic et des tests de sensibilité efficaces et rapides en laboratoire sont essentiels pour traiter, gérer et prévenir les infections à SARM.

Techniques de détection

Le dépistage en laboratoire du SARM est un équilibre complexe entre vitesse de résultat, sensibilité, spécificité et coût.

Actuellement, la majorité du criblage est effectué à l’aide de méthodes à base de plaques. Les enquêtes suggèrent que ce groupe de méthodologie représente > 90% des tests de dépistage effectués.

Cependant, un certain nombre de méthodes alternatives, notamment des méthodes à base de bouillon, des milieux chromogènes, des kits de dépistage rapide, des dosages moléculaires et des systèmes automatisés, sont de plus en plus utilisées. L’isolement des écouvillons de dépistage peut être une procédure longue, en raison du nombre d’organismes « contaminants » présents dans les écouvillons provenant de sites non stériles.

Les milieux d’enrichissement à base de bouillon sont couramment utilisés pour augmenter la sensibilité. Cependant cela se fait au détriment de la rapidité du résultat. Le NaCl est généralement ajouté au bouillon de base avec de la méthicilline, de l’oxacilline et de la céfoxitine. Des composés indicateurs peuvent également être utilisés pour donner une indication précoce de la présence de SARM.

Milieu gélosé solide:Il n’existe pas de méthodes standardisées universelles pour le criblage et l’isolement du SARM à l’aide de milieu gélosé solide. De nombreux milieux sélectifs sont disponibles, et ceux-ci reposent sur des inhibiteurs tels que le NaCl et / ou des antibiotiques pour faciliter la sélection, ainsi qu’un indicateur de pH pour mettre en évidence les présomptifs. Des exemples sont la gélose au sel de Mannitol contenant 7% de NaCl avec 4 mg / L de méthicilline ou 2 mg / L d’oxacilline; Gélose de dépistage résistante à l’oxacilline avec 5,5% de NaCl et 2 mg / L d’oxacilline; Milieu Baird Parker avec 8 mg / L de ciprofloxacine; Gélose Mueller Hinton avec 4% de NaCl et 6 mg / L d’oxacilline. La sensibilité à l’incubation de 24 heures est variable, l’incubation de 48 heures étant souvent nécessaire pour obtenir un résultat acceptable.

Les milieux chromogènes récemment développés combinent croissance primaire et sélectivité avec différenciation des staphylocoques négatifs à la coagulase. Ces médias présentent une spécificité améliorée par rapport aux médias traditionnels. La sensibilité est également améliorée mais nécessite une incubation de 48 heures pour atteindre > 85%.

La majorité des méthodes moléculaires utilisées pour la détection du SARM sont internes, s’appuyant sur des amorces PCR multiplexées détectant des gènes spécifiques de S. aureus (nuc, fem) et mecA détectant la résistance à la méthicilline. La plupart ne conviennent qu’à une utilisation avec des cultures pures et non au dépistage des écouvillons en raison de la présence de staphylocoques négatifs à la coagulase porteurs du gène résistant à la méthicilline mecA. De nouveaux essais d’amplification disponibles dans le commerce ciblant la mecA en combinaison avec d’autres marqueurs spécifiques tels que la coagulase et ont montré des résultats encourageants

Il y a eu un certain nombre de développements avec la bioluminescence, en particulier l’utilisation de l’adénylate kinase (AK), une enzyme présente dans toutes les cellules qui produisent de l’ATP à partir de l’ADP. La mesure de l’AK est plus sensible que les systèmes basés sur l’ATP et permet la détection de routine de 50 organismes ou plus dans un échantillon. Les premières données de performance montrent des résultats équivalents aux méthodes de culture de plaques conventionnelles tout en fournissant des résultats dans les 5 heures.

Identification / confirmation

Traditionnellement, la confirmation de S. aureus est effectuée à l’aide du test de coagulase à lame (facteur d’agglutination) et du test de coagulase à tube (coagulase libre). Les résultats positifs sur le test de coagulase à lame doivent être confirmés avec le test de coagulase à tube. Des plaques de support DNase peuvent également être utilisées, mais les éléments positifs nécessitent une confirmation supplémentaire.

Les kits d’agglutination sont largement disponibles et peuvent être utilisés pour confirmer S. aureus en détectant la protéine A et le facteur d’agglutination, bien que certaines souches de SARM aient de faibles niveaux de ces protéines. Les kits plus récents fonctionnent désormais en détectant également l’antigène de surface. D’autres kits en latex détectent le PBP2a qui se produit dans la membrane cellulaire et nécessite une lyse des cellules pour la détection.

Une large gamme de kits biochimiques commerciaux sont disponibles, manuels et automatisés. Ceux-ci sont basés sur un ensemble de tests biochimiques donnant un profil évalué par rapport aux bases de données / tableaux. De nombreux systèmes automatisés combinent l’identification biochimique de S. aureus avec des panneaux de sensibilité aux antibiotiques pour la confirmation du SARM.

Méthodes de sensibilité aux antibiotiques

Les méthodes de test de sensibilité à la méthicilline et à l’oxacilline sont étendues et les données publiées sont contradictoires en ce qui concerne les recommandations.

Il n’existe pas de méthode unique qui convient à toutes les souches de SARM. Les méthodes standard sont publiées par la British Society for Antimicrobial Chemotherapy (BSAC) et aux États-Unis par le Clinical Laboratory Standards Institute (CLSI), auparavant connu sous le nom de NCCL.

La concentration inhibitrice minimale par la méthode de dilution est traditionnellement la méthode de référence.

La BSAC recommande l’utilisation de gélose Mueller Hinton ou Columbia avec 2% de NaCl et 104 UFC/ml d’inoculum incubé à 30 °C. Le CLSI recommande la gélose Mueller Hinton avec 2% de NaCl et 104 ufc/ml d’inoculum incubé à 33-35°C.

Les méthodes moléculaires qui détectent le gène mecA remplacent la MIC comme méthode de référence.

Les tests de sensibilité aux antibiotiques utilisant des méthodes de diffusion de disques restent les plus utilisés, mais les résultats sont influencés par une gamme de facteurs, notamment le milieu, la concentration en NaCl, la température, l’inoculum et l’agent d’essai.

Un certain nombre d’études récentes utilisant la méthode de diffusion des disques de céfoxitine suggèrent une plus grande fiabilité qu’avec l’oxacilline. Aucun milieu spécial ou température d’incubation n’est nécessaire et le test est moins affecté par les hyper-producteurs de pénicillinase.

Le supplément CLSI le plus récent (M100-S14) suggère l’utilisation de disques de céfoxitine de 30 µg utilisant un point d’arrêt de <=19 mm comme indicateur de résistance de S. aureus à l’oxacilline. D’autres méthodes à base de milieu comprennent la gélose, les méthodes de point d’arrêt à base de bouillon (oxacilline à 2 mg / L, méthicilline à 4 mg / L) et les méthodes de criblage à la gélose recommandées par le CLSI (norme approuvée M7-A6).

Le SARM n’est plus seulement une infection acquise dans les hôpitaux, bien que cela reste une source primaire de transmission.

De plus en plus le SARM peut être acquis dans la communauté et même auprès des animaux domestiques. C’est peut-être la tendance la plus préoccupante en raison de la population hôte potentiellement importante et souligne la nécessité d’un contrôle considérablement accru de la manière et du moment d’utilisation des antibiotiques.

L’administration généralisée d’antibiotiques en dehors des utilisations cliniquement significatives ne peut que conduire à une sélection plus poussée des organismes résistants à des niveaux plus élevés d’antibiotiques.

Définitions : Que sont les agents pathogènes d’ESKAPE?

Souvent qualifiés dans les médias de « superbactéries », les agents pathogènes de l’ESKAPE (Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter spp.) sont considérés comme la principale cause d’infections nosocomiales à l’échelle mondiale.

Recevez les dernières mises à jour des Méthodes de Test Microbiologique Rapide envoyées à votre e-mail? Abonnez-vous à la newsletter gratuite rapidmicrobiology



Laisser un commentaire

Votre adresse e-mail ne sera pas publiée.