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Les ruptures à double brin de l’ADN peuvent faire des ravages dans les cellules si elles ne sont pas réparées. Par conséquent, il a été proposé que les extrémités des chromosomes puissent être des structures de calotte spécialisées qui ne sont pas reconnues comme des ruptures à double brin, empêchant ainsi l’arrêt du cycle cellulaire, la dégradation et la fusion recombinationnelle (Muller, 1938; McClintock, 1939). Nous savons maintenant que les télomères constituent les extrémités des chromosomes et sont essentiels à la stabilité du génome. Les télomères sont composés de répétitions tête-queue en tandem d’une courte séquence riche en G; par exemple, les télomères humains sont de 2 à 20 ko de (TTAGGG) n répétitions. Les extrémités des chromosomes ne sont pas émoussées et l’extrémité 3′ (brin riche en G) surplombe un seul brin qui peut envahir l’intérieur du télomère pour déplacer la séquence riche en G interne et former une structure en boucle en T (Griffith et al., 1999; Cesare et coll., 2003; Doksani et coll., 2013), protégeant ainsi les extrémités chromosomiques d’être reconnues par la cellule comme des ruptures à double brin, en plus de la protection par des protéines qui lient le télomère.

Les chromosomes eucaryotes sont dupliqués par réplication semi-conservatrice avec un brin allongé (synthèse continue pour une croissance nette à l’extrémité 3′ du brin principal naissant) et un brin allongé (synthèse discontinue de fragments d’Okazaki pour une croissance nette à l’extrémité 5′ du brin naissant) comme le montre la Fig. 1. Dans la réplication semi-conservatrice chromosomique, la courte amorce d’ARN 5′ est retirée du brin naissant et l’écart est comblé par de l’ADN ligaturé à l’ADN naissant adjacent. Cependant, à la fin du chromosome, l’espace après l’élimination de l’amorce d’ARN terminal 5 ‘ sur le brin en retard ne peut pas être comblé, et le chromosome peut devenir plus court à chaque cycle de réplication qui s’ensuit. Cela a été appelé le problème de réplication finale (Watson, 1972; Olovnikov, 1973), et la télomérase aide à résoudre ce problème (Greider et Blackburn, 1987; Soudet et al., 2014).

La réplication semi-conservatrice se produit avant l’action de la télomérase. Auparavant, on pensait que la réplication de l’ADN commençait à une origine dans l’ADN chromosomique adjacent aux répétitions des télomères, les fourches de réplication s’éloignant bidirectionnellement de l’origine subtélomérique (Fig. 1 A), répliquant ainsi le télomère. Cependant, la question restait de savoir si la réplication de l’ADN pouvait commencer avec une certaine fréquence dans le télomère lui-même (Fig. 1 B). Cette question a maintenant reçu une réponse affirmative dans ce numéro par Drosopoulos et al., who used single molecule analysis of replicated DNA (SMARD; Norio et Schildkraut, 2001). Dans cette approche, les cellules réplicatrices sont marquées séquentiellement par deux analogues nucléotidiques différents qui sont ensuite identifiés par immunofluorescence. Par exemple, dans la réplication bidirectionnelle, les signaux rouges de la première impulsion seront flanqués à chaque extrémité de signaux verts de la deuxième impulsion. Des rapports antérieurs utilisant SMARD avaient conclu que la plupart des processus de réplication se déclenchaient dans les régions subtélomériques du génome de la souris et de l’homme et rarement dans les télomères eux-mêmes (Sfeir et al., 2009; Drosopoulos et coll., 2012). Dans la récente étude de Drosopoulos et al. (2015), l’hybridation in situ par fluorescence (FISH) à l’aide de sondes de la région des télomères a permis d’analyser le modèle de réplication pour un segment génomique de 320 kb à partir de l’extrémité du bras chromosomique de la souris 14q. En raison de la longue durée (4 h) de la première impulsion (rouge), on n’a généralement vu que des étendues rouges de signal à l’intérieur du télomère, mais comme de nombreuses molécules de ce type n’avaient pas le signal rouge dans la région subtélomère, on peut conclure confortablement que la réplication doit avoir commencé à l’intérieur du télomère (Fig. 1 B). De plus, certaines molécules avaient un signal rouge dans le télomère flanqué d’un signal vert, ce qui corrobore cette conclusion. Bien que dans ces cas, il y ait eu un signal vert chromosome-proximal, le signal vert chromosome-distal a rarement été vu. Ainsi, bien qu’il y ait eu peu de preuves de réplication bidirectionnelle provenant du télomère, il est très clair qu’une origine de réplication peut exister dans le télomère proprement dit avec une fourche de réplication qui s’étend dans le temps dans le sous-télomère. Il reste à étudier si la réplication débute à une fréquence relativement élevée dans les télomères de chromosomes autres que 14q.

Ces résultats soulèvent la question de savoir si l’origine de la réplication de l’ADN coïncide avec la répétition de séquence simple trouvée dans les télomères ou si elle coïncide avec une autre séquence qui pourrait être entrecoupée dans le télomère. Le premier est suggéré par une étude avec des extraits sans cellules de Xénope qui pourraient assembler le complexe de pré-réplication et subir une réplication de l’ADN sur de l’ADN exogène contenant exclusivement des répétitions télomères (Kurth et Gautier, 2010). Des conclusions similaires selon lesquelles la réplication de l’ADN peut être initiée dans les répétitions d’ADN simples trouvées dans les centromères où des bulles de réplication ont été observées chez la Drosophile virilis par microscopie électronique ont été atteintes (Zakian, 1976), et une étude récente suggère que la réplication de l’ADN s’initie dans l’ADN alpha-satellite humain (Erliandri et al., 2014).

Les fourches de réplication se déplacent lentement à travers l’ADN télomère (Ivessa et al., 2002; Makovets et coll., 2004; Miller et coll., 2006; Sfeir et coll., 2009) en raison de la stabilité thermique élevée de l’ADN télomère riche en GC ainsi que de sa propension à former des structures secondaires stables, telles que l’ADN G-quadruplex (G4), ce qui peut poser des problèmes de réplication de l’ADN (Lopes et al., 2011; Paeschke et coll., 2011). Diverses hélicases aident à résoudre ce problème; par exemple, l’hélicase Pif1 aide à dérouler G4 (Paeschke et al., 2013). L’hélicase du syndrome de Bloom (BLM) et l’hélicase du syndrome de Werner (WRN) ont également été impliquées dans l’aide à la réplication des télomères : le BLM supprime les télomères fragiles dépendants de la réplication (Sfeir et al., 2009), et WRN supprime les défauts de la synthèse des brins retardateurs de télomères (Crabbe et al., 2004). Drosopoulos et coll. (2015) rapportent maintenant que la synthèse de brins de premier plan qui s’initie dans le télomère a un taux de progression plus lent dans le sous-télomère dans les cellules déficientes en BLM, tel que visualisé par SMARD. De plus, il y avait une fréquence plus élevée d’initiation de la réplication dans le sous-télomère 14q des cellules déficientes en BLM, provenant plus près du télomère que dans les cellules compétentes en BLM. Ces observations suggèrent que les origines de réplication dormantes dans le sous-télomère 14q peuvent être activées lorsque la progression de la fourche est entravée dans les cellules déficientes en BLM (Fig. 1 C). Drosopoulos et coll. (2015) ont également constaté une augmentation de l’initiation de la réplication subtélomérique lorsque la progression de la fourche de réplication à partir du télomère était entravée par l’aphidicoline, en tant que moyen alternatif d’activer les origines dormantes par stress de réplication. Lorsque les cellules ont été traitées avec le stabilisateur G4 PhenDC3, la combustion d’origine subtélomérique au 14q a encore augmenté dans les cellules déficientes en BLM. Collectivement, les données suggèrent un ralentissement de la progression de la synthèse du brin principal à partir d’une origine dans le télomère 14q (en utilisant le brin parental riche en G comme modèle) lorsque les structures G4 ne peuvent pas être résolues dans des cellules déficientes en BLM. Comme support supplémentaire pour un rôle de l’hélicase BLM pour éliminer les structures G4, il y a eu une coloration accrue des cellules déficientes en BLM par l’anticorps BG4 (Biffi et al., 2013) contre G4 dans l’ensemble du génome et en particulier dans les télomères.

L’hélicase WRN peut dérouler la G4 in vitro (Fry et Loeb, 1999; Mohaghegh et al., 2001). Lorsque Drosopoulos et al. (2015) ont utilisé SMARD pour analyser la réplication dans des cellules doublement déficientes en BLM et en WRN, ils ont trouvé une diminution marquée du signal de réplication rouge dans les télomères 14q, suggérant un certain chevauchement fonctionnel entre BLM et WRN en ce qui concerne la synthèse des brins principaux du brin riche en G des télomères. À l’appui de cette conclusion, il y avait plus de coloration G4 par l’anticorps BG4 dans les cellules doublement déficientes en BLM et en WRN que dans les cellules déficientes en BLM ou en WRN. Il s’agit de la première démonstration directe in vivo d’une contribution des hélicases BLM et WRN dans la résolution des structures G4, ce qui est particulièrement nécessaire pour la progression de la synthèse des brins principaux qui s’initie dans les télomères et est copiée à partir du brin riche en G.