Detección de SARM

Métodos de Detección e Identificación de Staphylococcus aureus Resistente a la meticilina (SARM)

Puntos clave

• Gram +ve coccus
• Racimos de células similares a uvas
• Resistentes a la meticilina y otras penicilinas
• También se pueden denominar ORSA

Staphylococcus aureus resistente a la meticilina (SARM) se reportó por primera vez a principios de la década de 1960 y ahora se considera un patógeno adquirido en un hospital importante en todo el mundo. El término resistente a la meticilina se utiliza históricamente para describir la resistencia a cualquiera de esta clase de antimicrobianos. Hoy en los EE.UU. aprox. el 35% de las cepas hospitalarias de S. aureus son resistentes a la meticilina (u otros antibióticos de penicilina), y en los últimos años la aparición de S. aureus resistente a la vancomicina (VRSA) ha causado preocupación adicional.

La resistencia ocurre cuando el organismo tiene un gen mecA que produce una proteína de unión a penicilina alterada, PBP2a (también conocida como PBP2′) y una MIC de oxacilina de 2 mg/l o una MIC de meticilina de 4 mg/l.

Los pacientes infectados y colonizados son el reservorio de SARM tanto en los hospitales como en la comunidad, y la transmisión generalmente se realiza a través del contacto con trabajadores de la salud.

El diagnóstico de laboratorio rápido y eficaz y las pruebas de susceptibilidad son fundamentales para tratar, controlar y prevenir las infecciones por SARM.

Técnicas de detección

El cribado de laboratorio para SARM es un equilibrio complejo entre velocidad de resultado, sensibilidad, especificidad y costo.

Actualmente, la mayoría de los cribados se realizan utilizando métodos basados en placas. Las encuestas sugieren que este grupo metodológico representa >el 90% de las pruebas de detección realizadas.

Sin embargo, cada vez se utilizan más varios métodos alternativos, incluidos métodos basados en caldo, medios cromogénicos, kits de cribado rápido, ensayos moleculares y sistemas automatizados. El aislamiento de los hisopos de cribado puede ser un procedimiento largo, debido al número de organismos «contaminantes» presentes en los hisopos de sitios no estériles.

Los medios de enriquecimiento a base de caldo se emplean comúnmente para aumentar la sensibilidad. Sin embargo, esto es a expensas de la velocidad del resultado. El NaCl generalmente se agrega al caldo base junto con meticilina, oxacilina, cefoxitina. Los compuestos indicadores también se pueden utilizar para dar una indicación temprana de la presencia de SARM.Medios de agar sólido: No existen métodos estandarizados universales para el cribado y el aislamiento de SARM utilizando medios de agar sólido. Muchos medios selectivos están disponibles, y estos dependen de inhibidores como NaCl y / o antibióticos para ayudar a la selección, junto con un indicador de pH para resaltar los presuntivos. Algunos ejemplos son el Agar de Sal de manitol que contiene un 7% de NaCl con 4 mg/L de meticilina o 2 mg/L de oxacilina; Agar de Cribado resistente a la oxacilina con NaCl al 5,5% y oxacilina 2 mg/L; Medio Baird Parker con ciprofloxacina 8 mg/L; Agar Mueller Hinton con NaCl al 4% y oxacilina 6 mg/L. La sensibilidad a la incubación de 24 horas es variable, con incubación de 48 horas a menudo requerida para un resultado aceptable.

Los medios cromogénicos recientemente desarrollados combinan crecimiento primario y selectividad con diferenciación de estafilococos coagulasa negativos. Estos medios muestran una especificidad mejorada en comparación con los medios tradicionales. La sensibilidad también se mejora, pero requiere 48 horas de incubación para lograr > 85%.

La mayoría de los métodos moleculares utilizados para la detección de SARM son internos, basados en cebadores PCR multiplexados que detectan genes específicos para S. aureus (nuc,fem) y mecA que detectan resistencia a la meticilina. La mayoría solo son adecuados para su uso con cultivos puros y no para el cribado de hisopos debido a la presencia de estafilococos coagulasa negativos portadores del gen MECA resistente a la meticilina. Nuevos ensayos de amplificación disponibles comercialmente dirigidos a mecA en combinación con otros marcadores específicos como la coagulasa y han mostrado resultados alentadores

Ha habido una serie de desarrollos con la bioluminiscencia, en particular el uso de adenilato quinasa (AK), una enzima que se encuentra en todas las células que producen ATP a partir de ADP. La medición de AK es más sensible que los sistemas basados en ATP y permite la detección rutinaria de 50 organismos o más en una muestra. Los primeros datos de rendimiento muestran resultados equivalentes a los métodos convencionales de cultivo de placas, a la vez que proporcionan resultados en un plazo de 5 horas.

Identificación/Confirmación

Tradicionalmente, la confirmación de S. aureus se realiza utilizando la prueba de coagulasa en portaobjetos (factor de aglutinación) y la prueba de coagulasa tubular (coagulasa libre). Los positivos en la prueba de coagulasa en portaobjetos deben confirmarse con la prueba de coagulasa en tubo. También se pueden usar placas de medios DNasa, pero los positivos requieren confirmación adicional.

Los kits de aglutinación están ampliamente disponibles y se pueden usar para confirmar S. aureus detectando la proteína A y el factor de aglutinación, aunque algunas cepas de SARM tienen niveles bajos de estas proteínas. Los kits más nuevos ahora funcionan también detectando antígenos de superficie. Otros kits de látex detectan PBP2a que ocurre dentro de la membrana celular y requiere lisis de las células para su detección.

Una amplia gama de kits bioquímicos comerciales están disponibles, tanto manuales como automatizados. Estos se basan en una serie de pruebas bioquímicas que proporcionan un perfil evaluado en base de datos/tablas. Muchos sistemas automatizados combinan la identificación bioquímica de S. aureus con paneles de sensibilidad a antibióticos para la confirmación de SARM.

Métodos de sensibilidad a los antibióticos

Los métodos para las pruebas de sensibilidad a meticilina y oxacilina son extensos y los datos publicados son contradictorios con respecto a las recomendaciones.

No hay un método único que sea adecuado para todas las cepas de SARM. Los métodos estándar son publicados por la Sociedad Británica de Quimioterapia Antimicrobiana (BSAC) y en los Estados Unidos, por el Instituto de Estándares de Laboratorio Clínico (CLSI), anteriormente conocido como NCCLS.

La concentración inhibitoria mínima por el método de dilución ha sido tradicionalmente el método de referencia.

BSAC recomienda el uso de agar Mueller Hinton o Columbia con NaCl al 2% y inóculo de 104 ufc/ml incubado a 30°C. CLSI recomienda Agar Mueller Hinton con NaCl al 2% y inóculo de 104 ufc/ml incubado a 33-35°C.

Los métodos moleculares que detectan el gen mecA están reemplazando a la CIM como método de referencia.

Las pruebas de sensibilidad a los antibióticos que utilizan métodos de difusión de discos siguen siendo las más utilizadas, pero los resultados están influenciados por una serie de factores que incluyen el medio, la concentración de NaCl, la temperatura, el inóculo y el agente de prueba.

Varios estudios recientes que utilizan el método de difusión de discos de cefoxitina sugieren una mayor fiabilidad que con oxacilina. No se requiere un medio especial ni una temperatura de incubación y la prueba se ve menos afectada por los hiper-productores de penicilinasa.

El suplemento CLSI más reciente (M100-S14) sugiere el uso de discos de 30 µg de cefoxitina utilizando un punto de corte de <= 19 mm como indicativo de la resistencia de S. aureus a la oxacilina. Otros métodos basados en medios incluyen agar, métodos de punto de ruptura basados en caldo (2 mg/L de oxacilina, 4 mg/L de meticilina) y métodos de cribado de agar recomendados por CLSI (norma aprobada M7-A6).

El SARM ya no es solo una infección que se adquiere en los hospitales , aunque sigue siendo una fuente primaria de transmisión.

El SARM se puede adquirir cada vez más en la comunidad y, de hecho, de las mascotas . Esta es quizás la tendencia más preocupante debido a la población potencialmente grande de huéspedes y enfatiza la necesidad de aumentar significativamente los controles de cómo y cuándo se usan los antibióticos.

La administración generalizada de antibióticos fuera de los usos clínicamente significativos solo puede conducir a una mayor selección de organismos resistentes a niveles más altos de antibióticos.

Definiciones: ¿Qué son los patógenos de ESKAPE?

A menudo referidos en los medios como «superbacterias», los patógenos ESKAPE (Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter spp.) se consideran la principal causa de infecciones hospitalarias a nivel mundial.

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