ATP-Synthase (FoF1-Komplex): Detaillierte Informationen zum Enzym

ATP-Synthase FAQ

Diese Liste der häufig gestellten Fragen (FAQ) zur ATP-Synthase wird unter der Annahme geschrieben, dass der Leser über Hintergrundkenntnisse in Biochemie, Enzymologie und physikalischer Chemie verfügt.
Dies ist KEIN Übersichtsartikel oder ähnliches; Es gibt keine Referenzen oder Credits und keine detaillierte Beschreibung der Experimente, die jede Information zugrunde legen. Wenn Sie sich für Details interessieren, schreiben Sie mir einfach eine E-Mail (feniouk atpsynthase.info ) und ich werde froh sein, eine der Fragen zu diskutierenunten.
Recommended reading ist für einige Abschnitte unter „„-Zeichen hinzugefügt.

Inhaltsverzeichnis

Richtiger Name
Physiologische Rolle der ATP-Synthase
Unterschiede zwischen F-, A-, V-, P- und E-ATPasen
Die Architektur und Zusammensetzung der Untereinheit der ATP-Synthase
Die katalysierte Reaktion
Thermodynamik der ATP-Synthese/ Hydrolyse
Treibende Kraft für die von der ATP-Synthase katalysierte ATP-Synthese.
Rotationskatalyse
Inhibitoren der ATP-Synthase
Inhibitoren von FO
Inhibitoren von F1
Proton / ATP-Verhältnis
Ort der ATP-Synthase
Wie viele katalytische Stellen hat das Enzym?
Wie schnell ist die ATP-Synthase?
Proton-Translokation durch FO
Was ist Beta-DELSEED-Sequenz?
Kann ich eine Antwort auf eine Frage erhalten, die hier nicht aufgeführt ist?

Korrekter Name

Gemäß der Iubmbenzym-Nomenklatur wird das Enzym „ATP-Phosphohydrolase (H + -1)“ genannt. Der Name“ATP-Synthase“ spiegelt jedoch die primäre Funktion des Enzyms deutlicher wider und ist heutzutage am weitesten verbreitet.
Der andere Name, der in der Vergangenheit häufig verwendet wurde, ist „H+ -ATPase“, manchmal eine genauere „FOF1 H+ -ATPase“. Nach der Entdeckung vieler andererarten von ATP-angetriebenen Protonenpumpen werden diese alten Namen weniger verwendet.
Die anderen Namen, die für die ATP-Synthase verwendet wurden, sind:
F1-ATPase
FOF1-ATPase
F-Typ-ATPase oder einfach F-ATPase
H + -transportierende ATPase
mitochondriale ATPase
Kopplungsfaktoren (F0, F1und CF1)
Chloroplasten-ATPase
bakterielle Ca2 + / Mg2+ -ATPase
ATP-Synthase-Komplex
Komplex V (fünf)

Physiologische Rolle der ATP-Synthase

Um es kurz zu machen, die Hauptfunktion der ATP-Synthase in den meisten Organismen ist die ATP-Synthese. Daher der Name. In einigen Fällen ist jedoch die umgekehrte Reaktion, d. H. Die durch ATP-Hydrolyse angetriebene Transmembranprotonenpumpung, wichtiger. Ein typisches Beispiel: Anaerobe Bakterien produzieren ATP durch Fermentation, und die ATP-Synthase verwendet ATP, um die für den Ionentransport und die Flagellenmotilität notwendige protonenmotorische Kraft zu erzeugen.Viele Bakterien können sowohl von der Fermentation als auch von der Atmung oder Photosynthese leben. In einem solchen Fall ATP-Synthesefunktionen auf beide Arten.
Ein wichtiges Thema ist die Kontrolle der ATP-gesteuerten Protonenpumpaktivität der ATP-Synthase, um eine verschwenderische ATP-Hydrolyse unter Bedingungen zu vermeiden, bei denen keine protonenmotorische Kraft erzeugt werden kann (z. B. undichte Membran, Entkoppler vorhanden usw.). In einem solchen Fall wird die ATP-Hydrolyse zu einem Problem, da sie den intezellulären ATP-Pool schnell austauschen kann. Um diese Situation zu vermeiden,sind alle ATP-Synthasen mit Regulationsmechanismen ausgestattet, die die Atpaseaktivität unterdrücken, wenn keine protonenmotorische Kraft vorhanden ist. Der Grad der ATP-Hydrolysehemmunghängen vom Organismus ab. In Pflanzen (in Chloroplasten), wo es notwendig ist, ATPase durch die ganze Nacht zu konservieren, ist die Hemmung sehr stark: Das Enzym hat kaum eine Atpaseaktivität. Im Gegensatz dazu in anaeroben Bakterien, wo ATP-Synhase der Hauptgenerator der protonenmotorischen Kraft ist, ist eine solche Hemmung sehr schwach. Mitochondriale ATP-Synthase ist irgendwo dazwischendurch.

Unterschiede zwischen F-, A-, V-, P- und E-ATPasen

• „F-Typ-ATPase“ ist nur ein anderer Name für ATP-Synthase; Buchstabe „F“kommt von „Phosphorylierungsfaktor“.F-ATPasen sind in Bakterien, Mitochondrien und Chloroplasten vorhanden. Ihre Hauptfunktion ist in den meisten Fällen die ATP-Synthese auf Kosten der transmembranelektrochemischen Protonenpotentialdifferenz. Bei einigen Bakterien ist die primäre Funktion des Enzyms jedoch umgekehrt: Es hydrolysiert ATP, um diese Potentialdifferenz zu erzeugen. In vitro F-Typ ATPasen könnenoperieren in beide Richtungen abhängig von den experimentellen Bedingungen.
  Es werden auch einige Na + -bakterielle F-Typ-ATPasen gefunden.
• ATPasen vom A-Typ wurden in Archaeen gefunden, ihre Funktion ähnelt der der ATP-Synthase vom F-Typ, aber strukturell sind sie den ATPasen vom V-Typ sehr ähnlich (siehe unten).
• V-Typ H+-ATPasen wurden ursprünglich in eukaryotischen Vakuolen gefunden. Ihre Hauptfunktion ist das ATP-gesteuerte Pumpen von Protonen (oder Na +), um das Vakuoleninnere anzusäuern.
• P-Typ-ATPasen (manchmal auch E1-E2-ATPasen genannt) pumpen eine Vielzahl von Ionen durch die Membran und kommen in Bakterien und in vielen eukaryotischen Zellorganellen vor.
• E-Typ ATPasen (nicht mit E1-E2 ATPasen mischen!) ist eine Familie von Enzymen, die extrazelluläres ATP hydrolysieren (siehe Herbertzimmermanns Ecto-ATPase-Webseite für Details)

F-, A- und V-Typ-ATPasen sind Mehrfacheinheitenkomplexe, ähnlich in Bezug auf die Gesamtarchitektur und haben höchstwahrscheinlich den gleichen katalytischen Kernmechanismus. Sie koppeln den Transport von Transmembranprotonen (oder Na + in einigen F-ATPasen),der durch die Rotation eines bestimmten Untereinheiten-Komplexes relativ zum Rest des Enzyms mit Atphydrolyse (oder Synthese in A- und F-ATPasen) erreicht wird.
Die gemeinsamen Merkmale für sie sind: „Pilz“ -Form, hexamerichydrophile katalytische Domäne vom Alpha 3 Beta 3-Typ mit Gamma-Untereinheit darin. Der katalytische Akt, der vondiese Enzyme enthalten kein phosphoryliertes Enzymzwischenprodukt.
Der Protonen-translozierende Anteil dieser Enzyme besteht aus einer ringförmigen Untereinheit Oligomer (c-Untereinheit Oligomer im Falle von F-Typ-ATPasen); jede Untereinheit trägt eine kritisch wichtige Carboxylgruppe etwa in der Mitte ihres zweiten Transmembranhelix. Diese Carboxylgruppe ist direkt beteiligtprotontranslokation.
P-Typ ATPasen sind eine ganz andere Familie von nicht-translozierenden ATP-angetriebenen Pumpen. Die meisten von ihnen sind auch Multisubunitmembranproteine; Ein großes f führt sowohl Atphydrolyse als auch Ionenpumpen durch. Es gibt viele verschiedene Unterfamilien vonP-Typ ATPasen, in der Regel nach dem Ionentransport klassifiziert. H+, Na+, K+, Mg2+, Ca2+, Ag+ andAg2+, Zn2+,Co2+, Pb2+,Ni2+, Cd2+, Cu+ und Cu2+, P-ATPase aredescribed.
Während der ATP-Hydrolyse durch ein P-ATPASIN einem bestimmten Stadium des katalytischen Zyklus wird das Phosphat auf einen der Asp-Reste des Enzyms übertragen. There is no evidence (neitherstructural nor functional) for rotary catalysis in P-type ATPases.Typical examples of such enzymes are yeast plasma membrane H+ATPase, K+/Na+ membraneATPase, Ca2+ membraneATPase.

1) Pedersen, P. L., andCarafoli, E. (1987) Ion motive ATPases. I. Ubiquity, properties, andsignificance to cell function. Trends Biochem. Sci. 4:146-150. 2) P-Typ ATPaseDatabase (Von Kristian B. Alexsen, Schweizerisches Institut für Bioinformatik) 3) Kawasaki-Nishi S, Nishi T, Forgac M. (2003) Protonen-Translokation durch ATP-Hydrolyse in V-ATPasen.FEBS Lett. 545(1): 76-85. 4) Perzov N, Padler-Karavani V, Nelson H, Nelson N. (2001) Merkmale vonv-ATPasen, die sie von F-ATPasen unterscheiden. FEBS Lett. 504(3): 223-8.

Die architektur und untereinheit zusammensetzung von ATP synthase

ATP synthase ist eine große pilz-förmigen asymmetrische protein komplex. Das einfachste bakterielle Enzym (siehe Cartoon unten) besteht aus 8 Untereinheitentypen, von denen 5 den katalytischen hydrophilen F1-Teil (die „Kappe“ des Pilzes) bilden. Diese Untereinheiten werden mit griechischen Buchstaben (Alpha, Beta, Gamma, Delta und Epsilon) entsprechend ihrem Molekulargewicht benannt. Die proton translokation FO teil ist zusammengesetzt ausuntereinheiten von 3 arten benannt a, b und c.

Die katalytische teil von ATP synthase (F1) ist gebildet byAlpha 3Beta 3 hexamer mit Gamma-Untereinheit darin und Epsilonan das Gamma angeschlossen. Die Untereinheit Delta ist an die „Spitze“ des Hexamers und an gebundenuntereinheiten b.Das hydrophobe Transmembransegment der Untereinheit b steht in Kontaktmit Untereinheit a.Die Untereinheiten Gamma und Epsilon der katalytischen Domäne sind an das ringförmige Oligomer der c-Untereinheiten gebunden.Die Protonentranlokation findet an der Grenzfläche der Untereinheiten a und c statt.
Die Stöchiometrie der Untereinheiten ist:

Chloroplast ATP synthase and the enzyme from some photosyntheticbacteriahave 2 different, although similar, b-typesubunits in the protontranslocating FO portion, nämlich b und b‘, eine Kopie vonjeder.
Hohe Homologie ist für die meisten der ATP-Synthase-Untereinheiten fromdifferentbacteria und Chloroplasten gefunden.
Mitochondriales Enzym ist viel komplexer; 17 verschiedene Arten vonuntereinheiten werden im Moment beschrieben. Einige dieser Untereinheiten haben eine hohe Homologie zu Bakterien- und Chloroplastengegenstücken, insbesondere zu den Untereinheiten Alpha, Beta und Gamma im F1-Teil und zu den Untereinheiten a und c im FOP-Teil. Viele Untereinheiten sind einzigartig für das mitochondriale Enzym (siehe Untereinheit Nomenklatur Tablefor Details).Der katalytische und Protonen-translozierende „Kern“ des Enzyms ist jedoch immer noch sehr homologisch zu dem der bakteriellen und chloroplastischen ATP-Synthase. Die allgemeine Topologie des Enzyms ist ebenfalls ziemlich ähnlich.

Die Reaktion katalysiert

ATP-Synthase katalysiert ATP-Synthese / Hydrolyse gekoppelt Antransmembranproton transfer.In bei der Synthese kommt der Energieeintrag vom Protonenfluss durch FO zur transmembranelektrochemischen Protonenpotentialdifferenz ().Bei der Hydrolyse fungiert das Enzym als ATP-gesteuerte Protonenpumpeund erzeugt .
Die Gleichung der katalysierten Reaktion ist

ADP3- + Pi2- + nH+P <> ATP4- + H2O+ (n-1)H+N ( pH > 7.2 )

Die Indizes „P“ und „N“ bezeichnen die positiv und negativ geladenen Seiten der Koppelmembran.
Der pH-Wert ist wichtig: der pK-Wert für Pi2- + H+<> Pi- beträgt 7,2, während die entsprechenden pK-Werte für Phosphat in ADP und ATP nahe bei 6,9 liegen.
Dies bedeutet, dass im pH-Intervall von 6,9-7,2 das vorherrschtreaktion beinhaltet nicht das Einfangen von Protonen:

ADP3- + Pi- + nH+P <> ATP4- + H2O+ nH+ pH 6,9-7,2 )

Unterhalb von pH = 6,9 wird die vorherrschende Reaktion jedoch wieder von Protonenfallen begleitet:

ADP2- + Pi- + nH+P <> ATP3- + H2O+ (n-1)H+N ( pH < 6.9 )

Thermodynamics of the ATP synthesis/hydrolysis

Traditionally the thermodynamics of ATP synthesis/hydrolysis isdescribed for the hydrolysis reaction:

ATP4- + H2O <> ADP3- + Pi2- + H+ ( pH > 7.2 )

„Physical Chemistry“(P.W.Atkins, 2nd edition) gibt einen Wert von -30 kJ mol-1 (-7.16 kcal/mol) bei 37oCas ein „biologischer“ Standard Gibbsfree Energieänderung (o) für thisreaction. Dies ist eine vernünftige Schätzung für Zahlen von -28 bis -36 kJmol-1kann in der Literatur gefunden werden, am beliebtesten ist -30,6 kJ mol-1(-7,3 kcal / mol).
Die Standard-Gibbfree-Energieänderung, o, ist die Gesamtenergiemenge, die während einer chemischen Reaktion unter Standardbedingungen entweder verbraucht oder freigesetzt wird, wenn die chemischen Aktivitäten aller Reaktanten gleich 1 sind. Bei Reaktionen in wässrigen Lösungen werden die Aktivitätensind in der Regel durch Konzentrationen (d. H. 1 M) substituiert; die Aktivität vonWasser selbst wird als 1 genommen. „Biologische“ Standard-Gibbons Energieänderung, o, ist ein ähnlicherparameter, ist aber bei pH 7 definiert, d.h. Die Konzentration von H+ist nicht 1 M, sondern 10-7M. Es ist praktischer und bequemer,denn die meisten biologischen Reaktionen finden bei physiologischem pH statt.
Ein sehr wichtiger und manchmal ignorierter Punkt ist, dass o nicht die Menge an Energie ist, die verfügbar ist, um andere endotherme Reaktionen in der Zelle anzutreiben, da die Bedingungen in der Zelle nicht Standard sind (siehe Definition oben). Die tatsächliche Gibbs-Energieänderung ist
o’+ 2,3 RT log,
wobei CADP, CPi, CH + und CATP die tatsächlichen Konzentrationen der entsprechenden Reaktanten sind, R die molare Gaskonstante (8,314 J mol-1K-1) ist undT die Temperatur in Kelvin ist. Um diesen Punkt zu verdeutlichen, betrachten wir das folgende Beispiel mit den arbiträren Werten, die nahe an den realen intrazellulären Konzentrationen liegen:

Die Gibbs-Energieänderung unter solchen Bedingungen (Temperatur 310oK oder 37oC) ist
o’+ 2,3 RT log ( CADPCPi CH+ / CATP )= -30 – 19,6 = – 49,6 kJ mol-1
Diese Zahl, berechnet aus den tatsächlichen Konzentrationen der Reaktionskomponenten, spiegelt die Energie wider, die als treibende Kraft für jeden anderen Prozess zur Verfügung steht, der unter bestimmten Bedingungen an die ATP-Hydrolyse gekoppelt ist.
Daraus folgt, dass die gleiche 49.6 kJ mol-1 muss durch den Protonentransport über die Membran entlang des elektrochemischen Strahlers bereitgestellt werden, um ein so hohes ATP / ADP-Verhältnis aufrechtzuerhalten. Wenn wir davon ausgehen, dass 3protonen pro synthetisiertem ATP-Molekül transportiert werden, ist ein elektrochemischer Transmembran-H + -Gradient von 49,6 / 3 = 16,5 kJ mol-1(d. H. Protonenbeweglichkeit von 171 mV) erforderlich.

Die Schlussfolgerung aus dem obigen Beispiel lautet:
Die durch die ATP-Hydrolyse bereitgestellte Energie ist nicht festgelegt (ebenso wenig wie dieenergie, die zur Synthese von ATP erforderlich ist). Diese Energie steigt logarithmisch bei Abnahme der ADP- und Pi-Konzentration und bei Erhöhung der ATP- oder H+-Konzentration (= nimmt linear mit Erhöhung des pH-Wertes ab). Die folgenden Diagramme veranschaulichen diesen Punkt und zeigen eine Änderung der bei der Änderung der Konzentration eines Reaktanten (x-Achse), vorausgesetzt, dass die Konzentrationen anderer Reaktanten konstant gehalten werdenat Werte, die im obigen Beispiel verwendet wurden (rote Punkte zeigen die in diesem Beispiel berechnet).

Um diesen Abschnitt zu schließen, möchte ich darauf hinweisen, dass, obwohl die hier beschriebene Thermodynamik der ATP-Synthese eher komplex erscheint, sie tatsächlich viel komplexer ist. Ein Punkt, der hier vernachlässigt wurde, waren die verschiedenen ADP- und ATP-Protonierungszustände (siehe oben), der andere ist, dass die tatsächlichen Substrate in der durch ATP-Synthase katalysierten Reaktion keine reinen Nukleotide sind, sondern ihre Magnesiumkomplexe. Da jedoch die Magnesiumkonzentration in der lebenden Zelleist relativ hoch und der pH-Wert liegt normalerweise über 7.2, so the descriptiongiven is still applicable for thermodynamic estimates.

1) Nicholls, D. G. and S.J. Ferguson. Bioenergetics 2,London:Academic Press, 1992. 2) Any edition of „Physical Chemistry“by P. Atkins

Driving force for ATP synthesis catalyzed by ATP synthase.

Die durch ATP-Synthase katalysierte ATP-Synthese wird durch die transmembrane elektrochemische Protonenpotentialdifferenz angetrieben, bestehend aus zweikomponenten: der chemischen und derelektrischen. Je mehr Protonen sich auf der einen Seite einer Membran befinden, desto höher ist die treibende Kraft für ein Proton, die Membran zu durchqueren. Da Proton ein geladenes Teilchen ist, wird seine Bewegung auch vom elektrischen Feld beeinflusst: Der elektrische Potentialunterschied der Transmembran treibt Protonen von der positiv geladenen Seite zur negativ geladenen.

Eine Wassermühle ist eine gute Analogie: Der Unterschied zwischen den Wasserständen vor und nach dem Damm liefert potentielle Energie; der Wasserfluss dreht dierad; Die Rotation wird verwendet, um einige Arbeiten auszuführen (ATP-Synthese in unseremfall).

Quantitativ wird in Joule pro Mol (J mol-1)gemessen und ist definiert als:

= -F + 2.3RT (pHP – pHN),

wobei die Indizes „P“ und „N“ die positive und negative die negativ geladenen Seiten der Kopplungsmembran; F ist Faraday-Konstante (96 485 C mol-1); R ist die molare Gaskonstante (8.314 J mol-1K-1), T ist die Temperatur in Kelvin und ist die elektrische Potentialdifferenz der Transmembran involts. Der Wert von gibt an, wie viel Energie benötigt wird (oder freigesetzt wird, abhängig von derRichtung des Transmembranprotonenflusses), um 1 mol Protonen durch die Membran zu bewegen.
Es ist oft bequemer, nicht , sondern protonenmotorische Kraft (pmf) zu verwenden:

pmf = – /F = -2.3RT/F (pHP – pHN)

Bei Raumtemperatur (25oC) ist die protonenmotorische Kraft (in Millivolt, sowie ):

pmf = – 59 (pHP- pHN)

In Abwesenheit der Transmembran-pH-Differenz entspricht pmf der Transmembran-elektrischen Potentialdifferenz und kann direkt mit mehreren experimentellen Techniken gemessen werden (d. H. Permeat-Ionenverteilung, potentialempfindliche Farbstoffe, elektrochrome Carotinoid-Bandverschiebung usw.).Jede pH-Einheit des transmembranen pH-Gradienten entspricht 59 mV pmf.
Für die meisten biologischen Membranen, die an der ATP-Synthese beteiligt sind, liegt der pmf-Wert zwischen 120 und 200mV ( zwischen 11,6 und 19,3 kJ mol-1).

1) Nicholls, D. G. und S.J. Ferguson. Bioenergetik 2, London: Academic Press, 1992. 2) Ein Vortrag über elektrochemisches Potential von Prof. A.R. Crofts 3)Cramer, W.A. und D.B. Knaff. Energietransduktion in biologischen Membranen: Ein Lehrbuch der Bioenergetik, Springer-VerlagNew York/Berlin/London

Rotationskatalyse

Der katalytische Mechanismus der ATP-Synthase beinhaltet höchstwahrscheinlich rotation der Gamma-Untereinheit zusammen mit der Untereinheitpsilon und c-Untereinheitoligomer relativ zum Rest des Enzyms. Eine solche Rotation wurde experimentell für die ATP-Hydrolyse gezeigt, die nicht an die Protonentranslokation gekoppelt war. Darüber hinaus haben neuere Experimente gezeigt, dass, wenn Gammasubeinheit mechanisch in Rotation gezwungen wird, ATP-Synthese stattfindetauch ohne Protonen-Translokation FO-Teil.
Es scheint sehr wahrscheinlich, dass eine solche Rotation in vivo stattfindet. Es gibt jedoch keine direkten experimentellen Beweise für einen solchen Drehmechanismus im Intactenzym unter physiologischen Bedingungen.
Der vorgeschlagene Mechanismus ist der folgende:

1. Angetrieben von der Protonenbewegungskraft werden Protonen durch den FO-Teil des Enzyms übertragen. Diese Übertragung treibt die Rotation des c-Subunitoligomer-Rings relativ zu den a- und b-Untereinheiten an (siehe hier für Details).
2. Die Rotation wird an Gamma- und Epsilon-Untereinheiten weitergegeben, die an den c-Untereinheitoligomer-Ring gebunden sind. Die Rotation der asymmetrischen Gamma-Untereinheit mechanischverursacht Konformationsänderungen in Alpha 3 Beta 3 -Hexamer. Jede 120-Grad-Drehung der Gamma-Untereinheit erzwingt eine von 3 katalytischen Stellen an der Alpha-Beta-Grenzfläche in eine geöffnete Konformation. Frisch synthetisiertes ATP-Molekül wird freigesetzt, undphosphat und ADP werden stattdessen gebunden. Hohe Affinität des geöffneten Sitetophosphats beeinträchtigt die Wiederbindung von ATP und begünstigt die ADP-Bindung.
3. Die Rotation geht weiter, die Gamma-Untereinheit dreht sich um weitere 120 GradDie nächste Stelle in die geöffnete Konformation zwingen, und das an die vorherige geöffnete Stelle gebundene ADP Undphosphat werden verschlossen und die ATP-Synthese findet statt. Das gebildete ATP-Molekül wird freigesetzt, wenn dieGamma-Untereinheit macht eine 360-Grad-Drehung und öffnet erneut die Stelle.

1) W. Junge, H. Lill, andS. Engelbrecht. (1997) ATP synthase:anelectrochemical transducer with rotatory mechanics. Trends Biochem.Sci. 22(11):420-423, . 2) H. Wang and G. Oster. (1998) Energytransduction in the F1 motor of ATP synthase. Nature 396 (6708):279-282. 3) Weber, J., and Senior, A. E. (2003) ATPsynthesis driven by proton transport in F1FO-ATPsynthase. FEBS Lett. 545(1): 61-70. 4) Schöne Filme bei http://nature.berkeley.edu/~hongwang/Project/ATP_synthase/

Inhibitoren der ATP-Synthase

Die ATP-Synthase-Aktivität wird spezifisch durch mehrere Verbindungen(beide organische und anorganisch). Die meisten dieser Inhibitoren sind sehr giftig, daher sind große Sorgfalt und angemessene Sicherheitsvorkehrungen bei der Arbeit mit ihnen unerlässlich (es ist nicht sehr überraschend, dass wir unglücklich werden, wenn UNSERE ATP-Synthase blockiert ist!).Die meisten Inhibitoren sind entweder für den Protonen-translozierenden FO-Anteil oder den hydrophilicF1-Anteil spezifisch, so dass der folgende Abschnitt entsprechend unterteilt ist.

Inhibitoren von FO

Oligomycin

Oligomycin A

Oligomycin ist der Inhibitor, der dem membrangebundenen Teil der ATP-Synthase den Namen „FO“ gab. Der tiefgestellte Buchstabe „O“ in FO (nicht Null!) kommt von der Oligomycinempfindlichkeit dieses Hydrophobenphosphorylierungsfaktors in Mitochondrien.
Oligomycin bindet an die Oberfläche der Untereinheit a und c-Ring-Oligomer und blockiert die rotierende Protonen-Translokation in FO. Wenn das Enzym gut gekoppelt ist, ist die Aktivität von F1ist auch blockiert. Aufgrund des letzteren Phänomens wurde eine Untereinheit der mitochondrialen F1-Portiondas verbindet F1 mit FO wurde Oligomycin-Sensitivity Conferring Protein (OSCP) genannt.Diese Untereinheit ist essentiell für eine gute Kopplung zwischen F1 und FO und macht die Atpaseaktivität von F1 empfindlich gegenüber FO-Inhibitor Oligomycin, daher der Name.
Oligomycin ist spezifisch für die mitochondriale ATP-Synthase und blockiert in mikromolaren Konzentrationeneffektiv den Protonentransport durch FO. Dieser Inhibitor wirkt auch in einigen bakteriellen Enzymen, die eine hohe Ähnlichkeit mit der mitochondrialen ATP-Synthase aufweisen, z. B. Enzym aus dem lila Bakterium Rhodobacter capsulatus. Aber ATP-Synthase von Chloroplasten und von den meisten Bakterien (einschließlich Escherichia coli)hat eine geringe Empfindlichkeit gegenüber Oligomycin.
Es sollte auch beachtet werden, dass Oligomycin in hohen Konzentrationen auch die Aktivität von mitochondrialem F1 beeinflusst.

DCCD

DCCD

DCCD (abbreviation for Dicyclohexylcarbodiimide; also known as DCC, as N,N‘-dicyclohexylcarbodiimide, as Bis(cyclohexyl)carbodiimide, and as 1,3-dicyclohexylcarbodiimide) is a small organic molecule thatcan covalently modify protonated carboxyl groups. Bei Zugabe zur ATP-Synthase bei pH über 8 reagiert DCCD fast ausschließlich mit der Carboxylgruppe des konservierten sauren Aminosäurerestes der Untereinheit c (deshalb wird Untereinheit c manchmal als „DCCD-bindendes Protein“ bezeichnet). die Modifikation der Carboxylgruppe in einer einzelnen c-Untereinheit reicht aus, um das gesamte c-Ring-Oligomer inaktiv zu machen. Da DCCD kovalent an die c-Untereinheit bindet, ist diese Hemmung irreversibel.
Die Carboxylgruppe des konservierten Aminosäurerestes in der Untereinheit c-Untereinheit ist in allen bisher bekannten ATP-Synthasen vorhanden. DCCD ist also ein universeller Inhibitor, der in bakteriellen, mitochondrialen und Chloroplastenenzymen wirken kann. Darüber hinaus sind protonentransportierende ATP vom V- und A-Typ aus demselben Grund auch empfindlich gegenüber DCCD. Natrium-transportierende ATP-Synthasen werden auch effektiv durch DCCD gehemmt.
Bei niedrigerem pH-Wert (1 und inaktiviert es. So kann diese Verbindungals Inhibitor von FO und F1 betrachtet werden. Die Hemmung von FOis ist jedoch hochspezifisch, genau definiert und erfordert eine viel niedrigere DCCD-Konzentration, so dass dieser Inhibitor normalerweise als FO-spezifisch verwendet wird.